home
 

Оценка информативности и рациональный выбор методов выявления Helicobacter pylori при хронических болезнях органов пищеварения у детей

«из кн. Хеликобактериоз и болезни органов пищеварения у детей А.А.Корсунский, П.Л.Щербаков, В.А.Исаков - М.:
ИД Медпрактика-М, 2002, глава 5, С. 105-124.

А.А.Корсунский, Е.А.Корниенко, П.Л.Щербаков,Л.В.Кудрявцева, В.М.Говорун

Широкая распространенность инфекции Н.pylori и связь ее с развитием хронического гастрита, язвенной болезни, MALT-омы и рака желудка делают ее одной из главных проблем медицины, важнейшим условием успешного решения которой является точная диагностика пилорического хеликобактериоза. За прошедшие с момента открытия Н.pylori годы разработано значительное число методов его диагностики, среди них есть инвазивные, требующие взятия биоптата слизистой оболочки желудка, и неинвазивные; прямые, идентифицирующие непосредственно микроба или его антигены и непрямые, выявляющие продукты его жизнедеятельности или антитела к нему; методы, проводимые in vitro в различных пробах (биоптате, крови, секретах) и in vivo после приема внутрь мочевины. Каждый из предложенных методов имеет свои преимущества и недостатки. Поэтому в каждой конкретной ситуации выбор метода должен основываться на соотношении стоимость/эффективность и строго соответствовать поставленной задаче: скрининг, первичная диагностика или динамический контроль за эффективностью эрадикационной терапии. Выбор метода диагностики зависит и от условий, в которых проводится исследование: необходимо учитывать возможность проведения эндоскопии и биопсии, оснащенность лаборатории, наличие необходимой техники и инструментов, подготовку медицинского персонала. Имеет значение также возраст обследуемого ребенка. В данной главе рассмотрены различные диагностические методы, проведена их сравнительная оценка и определена оптимальная область использования каждого из них.

Инвазивные методы
Инвазивные методы основаны на исследовании биоптатов, полученных во время эндоскопического исследования. Несмотря на очевидный прогресс в развитии неинвазивных методов и тенденцию к их предпочтению в последние годы [1], эндоскопия по-прежнему является базовым методом диагностики патологии верхних отделов желудочно-кишечного тракта. Проведение ее регламентировано "Стандартами диагностики и лечения болезней органов пищеварения" МЗ РФ (1998) [2]. Россия относится к странам с высокой частотой рака желудка, что, согласно Международным рекомендациям [3], также оправдывает широкое диагностическое использование эндоскопии. В 2000 г. приняты рекомендации ESPGHAN и NASPGN по ведению инфекции Н.pylori у детей [4, 5]. В обоих документах утверждается, что эндоскопия с взятием биоптатов слизистой оболочки является предпочтительным методом диагностики Н.pylori у детей. Детей необходимо обследовать на Н.pylori при наличии симптомов органических заболеваний.

При первичной диагностике предпочтение отдается инвазивным методам еще и потому, что главной целью исследования является выяснение причины симптомов, а не только диагностика Н.pylori [6].

По нашим данным (рис. 13), Н.pylori в антральном отделе желудка у детей с Н.pylori-ассоциированными гастродуоденальными заболеваниями обнаруживался почти в 2 раза чаще, чем в фундальном отделе и луковице двенадцатиперстной кишки.


Рис. 13. Частота выявления H.pylori (в %) и степень обсемененности (1, 2, 3 балла) биоптатов антрального отдела, тела желудка и луковицы двенадцатиперстной кишки у детей (по материалам Е.А.Корниенко, 2000г.)При этом во всех отделах желудка и двенадцатиперстной кишки доминировала 1 степень обсемененности. В связи с этим, для уменьшения вероятности ошибок, необходимо исследовать не менее 2 биоптатов из антрального отдела желудка. Кроме того, следует учитывать, получал ли пациент ранее антисекреторные препараты, в частности ИПН, поскольку прием последних может способствовать перемещению H.pylori в проксимальном направлении, и обнаружение хеликобактерий становится более вероятным в биоптатах, взятых из фундального, а не из антрального отдела желудка [7].

Бактериологический метод включает в себя несколько этапов, необходимых для идентификации микроба: транспортировку, культивирование, изучение культуры. Метод обладает наибольшей (до 100%) специфичностью из всех существующих методов диагностики H.pylori, не даетложнопо-ложительных результатов, что позволило некоторым исследователям назвать его "золотым стандартом". Однако бактериологический метод имеет ряд существенных недостатков. Во-первых, для успешного культивирования H.pylori необходимо произвести посев в кратчайшие сроки после проведения биопсии, что не всегда возможно. Во-вторых, сложные условия культивирования не позволяют широко использовать этот метод в реальных условиях. В-третьих, сроки проведения исследования не дают возможности ответить на вопрос о наличии H.pylori ранее, чем через неделю, что влечет за собой промедление с назначением соответствующей терапии. В-четвертых, метод относится к дорогостоящим и трудоемким, и, если его используют с единственной целью обнаружения H.pylori, то целесообразнее использовать более дешевые, быстрые и информативные методы.

Чувствительность бактериологического метода значительно уступает его специфичности и составляет, по данным разных авторов, от 75 до 90% [8,9, 10]. Но лишь этот метод позволяет не только идентифицировать микроорганизмы, но и изучить их свойства, в частности, оценить чувствительность к различным антибактериальным препаратам. В условиях возрастающей антибиотикорезистентности H.pylori бактериологический метод представляет особую ценность при обследовании больных, уже получивших один или два неудачных курса эрадикационной терапии, так как изучение индивидуальной чувствительности к антибиотикам позволяет сформировать оптимальную схему лечения.

Повышение чувствительности бактериологического метода возможно за счет использования ростовых добавок при культивировании, таких как сульфат железа, пируват натрия, свиной муцин, которые улучшают рост Н.pylori в культуре [11].

В последнее время стало возможным бактериологическое исследование не только биопсионного материала, но и желудочного сока, который извлекается с помощью капсулы на нити - Стринг-тест [12,13].

Штаммы, полученные при культивировании, могут быть изучены методом полимеразной цепной реакции (ПЦР), которая позволяет оценить свойства микроба, в частности токсигенность по обнаружению генов CagA, VacA, IceA, BabA [14] и т. д., а также устойчивость микроорганизма к макролидам по точечной мутации 23S рибосомальной РНК [15], что может иметь важное прогностическое значение в оценке факторов риска канцеро- и ульцерогенеза и подборе эрадикационных схем. Возможность определения мутации 23S рибосомальной РНК непосредственно в биоптате сокращает время исследования до нескольких часов [16,17].

Гистологический метод позволяет не только обнаружить бактерии, но и определить их расположение на слизистой оболочке, наблюдать взаимоотношение с тканями "хозяина", оценить характер патологического процесса, наличие и выраженность воспаления, атрофии, метаплазии. Поэтому метод признан "золотым стандартом" в диагностике инфекции Н.pylori [18]. Для элективной окраски Н.pylori применяют различные методики. Наиболее распространенной в мире является специфическая окраска серебрением по Вартину-Старри, которая отличается высокой специфичностью и чувствительностью [19]. По мнению Л.И. Аруина с соавт. (1993) [20], наиболее чувствительными оказались окраски акридиновым оранжевым (85%) и красителем Гимзы (79%), несколько меньше чувствительность окраски по Граму (72%). Исследование, проведенное И.А. Морозовым, В.Н. Матушевской и соавт.(1996) [21], показало довольно низкую чувствительность гистологического метода в сравнении с изучением мазков-отпечатков и "Де-нол -тестом" - 79,7%. Возможно, такая низкая чувствительность обусловлена, с одной стороны, особенностями самого микроба, который обитает в слое покрывающей эпителиальные клетки слизи и не всегда плотно адгезирован к эпителию, поэтому легко вымывается при подготовке биоптатов к исследованию. С другой стороны, и сам слизистый слой легко отмывается в процессе подготовки биоптата. Для ликвидации этого недостатка метода И.А. Морозов (1997) [22] предлагает укрывать поверхность биоптата слоем агарового геля (0,85-1,0%), что позволяет сохранить поверхностный слой слизи и бактерии, находящиеся в нем.

Интерес представляет новая технология так называемой флюоресцентной гибридизации in situ (FISH), предложенная Trebesius К. с соавт. (2000) [23], которая не требует культивирования Н.pylori и/или проведения ПЦР. Метод позволяет совершенствовать морфологическое выявление микроба путем обработки срезов меченными флюоресцирующими нуклеотидами. Нуклеотиды могут быть связаны либо с 16S рибосомальной РНК (для идентификации Н.pylori), либо с 23S рибосомальной РНК (для определения резистентности к макролидам). После гибридизации бактерии обнаруживают при флюоресцентной микроскопии, при этом результаты могут быть получены в течение 3 часов. Метод имеет высокую чувствительность (91%) и специфичность (100%) и позволяет выявить инвазию смешанными штаммами, которая обнаружена у 15% больных [24].

Биохимический метод обнаружения Н.pylori в биоптате основан на высокой уреазной активности хеликобактерий. В настоящее время существуют различные модификации уреазных тестов - преимущественно, на жидкой или гелевой основе (CLOtest, Tri-Med Specialities, Osborne Park, Western Australia и т. д.), которые просты в использовании, не требуют дополнительных исследований и позволяют с достаточно высокой точностью идентифицировать Н.pylori по изменению цвета индикатора в результате защелачивания среды аммиаком, выделившимся в процессе гидролиза мочевины микробной урезой. Большинство тестов содержат в качестве индикатора феноловый красный и изменяют свой цвет с желтого на красный в период времени от 20 мин. до 24 час., отличаются высокой чувствительностью (75-95%) и специфичностью (100%) [25]. Однако следует учитывать, что при желудочном кровотечении чувствительность уреазных тестов снижается примерно на 25% [26].

К преимуществам всех уреазных тестов следует отнести простоту выполнения и быстроту, к недостаткам - косвенную, непрямую сущность метода, то есть обнаружение не Н.pylori как такового, а лишь его уреазной активности. При невысокой степени обсемененности ткани суммарная уреазная активность может быть низкой, поэтому тест может дать ложноотрицательный результат. Именно из-за этого, по мнению Madam S. et al. (2000) [27], у детей уреазный тест не имеет столь же высокой чувствительности, как у взрослых. Наряду с уреазопозитивными иногда встречаются уреазонегативные штаммы Н.pylori [28], которые нельзя обнаружить с помощью уреазного теста. С другой стороны, присутствие в ткани большого количества транзиторной флоры, среди которой могут встречаться менее активные уреазопродуценты (протей, псевдомонады, стрептококки и др.) может дать ложноположительный результат теста, особенно при длительной 24-часовой экспозиции в термостате [29]. В связи с этим большую специфичность имеют лишь т. н. "холодные" тесты, то есть проводимые при комнатной температуре без инкубации в термостате, что позволяет получить положительный ответ лишь на уреазу, накопленную в ткани (тканевую), специфичную для Н.pylori, а не вырабатываемую бактериями в процессе культивирования (бактериальную).

Удачным примером "холодного" теста является быстрый уреазный тест на основе твердого волокнистого носителя - Хелпил-тест, который был разработан в 1998 г. [30]. Гигроскопичный материал теста адсорбирует жидкость из биоптата, лежащего на нем, поэтому биохимическая реакция происходит на ограниченном пространстве под ним, что делает сопоставимым количество уреазы и реакционной среды и повышает тем самым чувствительность метода. Использование в качестве индикатора бромтимоло-вого синего с более низкой рН перехода позволяет зафиксировать в реакционной среде меньшее количество аммиака, а следовательно и уреазы, и также повысить чувствительность метода. Тест отличается дешевизной и быстротой (1-3 мин.) и позволяет использовать один и тот же биоптат для дальнейшего гистологического исследования, такими свойствами не обладает ни один из существующих ныне уреазных тестов. Чувствительность и специфичность Хелпил-теста у детей составляют 95%. Сочетание уреазного теста с последующим гистологическим исследованием способно приблизить точность диагностики к 100% [1].

Неинвазивные методы
Серологический метод: Инфицирование Н.pylori вызывает местный и общий иммунный ответ макроорганизма с накоплением специфических антител. На ранних стадиях регистрируется повышение в крови уровня специфических антител класса IgM [31], а через 3-4 недели в крови начинает нарастать уровень IgG и IgA [32], специфичных по отношению к антигенам клеточной стенки и жгутиков бактерий. Более информативным считается определение специфического IgG, так как антитела именно этого класса иммуноглобулинов преобладают в сыворотке крови. В слизистой оболочке желудка наиболее интенсивно синтезируются антитела класса IgA, поэтому повышение в крови специфических IgA-антител имеет ограниченную чувствительность (45%), но высокую специфичность (95-100%) [33] и отражает степень повреждения слизистой оболочки [31]. Повышенный уровень специфических антител класса IgM удается обнаружить лишь у 27% Н.pylori-инфицированных детей [34]. В детском возрасте пороговые значения антител к Н.pylori ниже, чем у взрослых, а специфические антитела классов IgM и IgA вообще не являются чувствительным индикатором инфицирования хеликобактериями [35, 36].

Ввиду изложенного использование при обследовании детей критериев диагностической оценки, применимых у взрослых, приводит к гиподиагностике, в результате чего большая часть Н.pylori-инфицированных детей остается не выявленной. Ложноотрицательные результаты ИФА могут быть обусловлены слабым иммунным ответом макроорганизма, ранней стадией инфицирования, вариабельностью антигенной структуры различных штаммов Н.pylori [37] и зависят от качества используемых тест-систем [1]. Наиболее чувствительными серологическими тестами являются ELISA, Pyloriset EIA, Helicoblot [38], но у детей их информативность составляет лишь 75%. В отличие от ИФА, иммуноблоттинг (Western blotting) продемонстрировал высокую чувствительность и специфичность в детском возрасте (95,5%) [6]. Тем не менее, не исключается полностью возможность ложноположительных результатов [39].

Ложноположительные результаты ИФА, которые не превышают 5%, могут иметь место у детей раннего возраста в связи с пассивной трансплацентарной передачей анти-Н.pylori-антител класса IgG от матери, при наличии антител к другим бактериям, которые могут перекрестно реагировать с антигенами Н.pylori (Campylobacter, Helicobacter heilmanii) после успешного лечения Н.pylori-инфекции, так как антитела в крови могут сохраняться в течение многих месяцев [40].

Методы обнаружения антител к Н.pylori в сыворотке крови ("лабораторные" тесты) более точны, чем тесты в капле цельной крови ("офисные тесты"). Последние просты и удобны в амбулаторной практике, не требуют дополнительной аппаратуры, но их чувствительность составляет всего 58-75% даже у взрослых [41,42]. Оценка тестов в определенной мере субъективна и имеет "серую" зону сомнительных результатов, что также способствует снижению их диагностической ценности.

Результаты серологического исследования зависят от уровня распространенности инфекции Н.pylori в популяции. Loy C.T. и соавт. (2000) [43] показали, что в популяции с низкой распространенностью инфекции Н.pylori (10%), точными являются лишь отрицательные результаты и велик процент ложноположительных. В популяциях с высокой распространенностью H.pylori (90%), напротив, точность отрицательного результата составляет всего 63%. Поэтому серологические тесты должны быть адаптированы к региональным условиям.

Учитывая вышеизложенное, серологический метод диагностики Н.pylori предпочтителен для первичного скрининга и эпидемиологического обследования широких контингентов населения. Ценность данного метода в педиатрической практике недостаточна, поэтому согласно рекомендациям ESPGHAN [4], его использование у детей ограничено. Однако доступность и относительно низкая стоимость сделали серологическую диагностику Н.pylori наиболее широко применяемой в мире. В недавних исследованиях Gisbert J.P. и соавт.(2000) [44] показано, что снижение уровня специфических антител через 3-6 мес. после лечения может служить критерием успешной эрадикации хеликобактерий.

Обнаружение антител к Н.pylori в слюне и моче может быть альтернативой серологической диагностики с использованием сыворотки крови, поскольку эти методы абсолютно неинвазивны и просты в исполнении, однако проведенные исследования показали недостаточную их чувствительность (74%) и специфичность (67%) [45,46,47]. Возможность использования этих тестов у детей в настоящее время изучается.

Обнаружение антигена Н.pylori в кале с помощью поликлональных антител (Premier Platinum HpSA] стало возможным в последние 2 года. Несколько исследований, проведенных в разных частях мира, убедительно показали обнадеживающие результаты метода [48, 49]. Для проведения исследования требуется лишь небольшая порция кала, причем пробы могут храниться при температуре -20°С неограниченно долго, что позволяет собирать пробы у небольшого числа пациентов, а также проводить повторное исследование при получении сомнительного результата. Недавний обзор, суммировавший результаты мультицентровых исследований теста [50], подтвердил его высокую чувствительность (93,1%) и специфичность (92,8%) при первичной диагностике. Те же показатели у пациентов после эрадикационной терапии оказались несколько ниже и составили около 90%. Точность диагностики антигена Н.pylori в кале была также доказана у детей [51, 52, 53], что делает этот метод особенно привлекательным для оценки эффективности эрадикационной терапии в детском возрасте. Однако у детей до 5 лет, по данным совместного российско-итальянского исследования [54], несмотря на высокую специфичность (97%), чувствительность теста оказалась низкой (67%), особенно при активном гастрите, что сужает возрастные рамки использования этого метода. Широкое внедрение метода в отечественную медицинскую практику ограничивает также его высокая стоимость.

Обнаружение антигена Н.pylori с помощью ПЦР возможно не только в биоптате слизистой оболочки желудка, но и слюне, зубном налете, моче и кале. Метод позволяет обнаруживать микроб в любой форме, в том числе атипичной, кокковой, а также выявлять различные по токсигенности и антигенной структуре штаммы. Праймер для ПЦР получают из нуклеотидной последовательности генауреазы А или В Н.pylori [55]. Еще один используемый праймер - нуклеотиды, получаемые из 16S rPHK H.pylori. Эти праймеры специфичны для всех штаммов Н.pylori и не обнаруживаются у других видов бактерий видах, поэтому ПЦР является высокоспецифичной реакцией. Более того, ПЦР - наиболее чувствительный метод по сравнению с другими методами диагностики Н.pylori и позволяет обнаружить даже 1,47 рд ДНК, что соответствует 800 микр.кл. [56].

Однако частота обнаружения микробного антигена в различных биологических материалах может быть значительно ниже по сравнению с результатами исследования биоптатов. Так в исследовании Sahin F.I. и соавт. (2001) [57] хеликобактерии были обнаружены лишь в 45% образцов зубном налета по сравнению со 100% в биоптате слизистой оболочки желудка. Специфичность метода также может существенно варьировать в зависимости от используемого праймера и условий проведения реакции, что объясняет довольно широкий разброс точности ПЦР в разных исследованиях. На сегодняшний день широкое внедрение ПЦР-диагностики в отечественную практику ограничено также из-за слабой оснащенности лабораторий и довольно высокой стоимости метода.

Дыхательные методы
Неинвазивные дыхательные методы являются по сути биохимическими тестами in vivo, так как основаны на регистрации в выдыхаемом воздухе продуктов гидролиза мочевины уреазой Н.pylori - углерода, входящего в состав углекислого газа, или аммиака. В зависимости от этого их можно подразделить на две подгруппы: углеродные и аммиачные.

Углеродные дыхательные тесты основаны на исследовании в выдыхаемом воздухе пациента атомов углерода С1144** или С13 после приема порции мочевины, меченной этими изотопами. Методика проведения обоих тестов сходна, но если регистрацию С14* проводят с помощью сцинтиллятора, то для определения С13, кот9рый не обладает радиоактивностью, требуется высокочувствительный газовый масс-спектрометр, который с высокой точностью может уловить микродозы С13 в выдыхаемом воздухе (0,03%). Однако перед исследованием необходимо исключить из диеты злаки и тростниковый сахар, так как они содержат С13 [58]. При сравнении этих двух дыхательных тестов видны преимущества и недостатки каждого из них. Метод с определением С14* не может использоваться у детей ввиду его радиоактивности, метод с определением С13 абсолютно безопасен, но требует использования чрезвычайно дорогого масс-спектрометра, стоимость которого доходит до $125 000. С целью удешевления данного метода для регистрации соотношения С13/С12 в настоящее время разработаны другие способы - инфракрасная спектроскопия (INFAI, IRIS) [59] и диодная лазерная спектроскопия [60]. Упрощению и удешевлению метода способствуют также снижение дозы меченной С13 мочевины до 50-75 мг и двукратный забор воздушной пробы - перед приемом мочевины и через 15-30 мин. после него. В двух исследованиях [61, 62] подтверждена необходимость приема раствора лимонной кислоты или пробного завтрака, включающего мочевину, что замедляет эвакуацию из желудка и способствует растеканию раствора по большей площади желудка, усиливая тем самым интенсивность гидролиза.

Метод отличается высокой чувствительностью и специфичностью (97-98%) и признан "золотым стандартом" среди неинвазивных методов [63, 64]. Однако его чувствительность зависит от возраста (рис. 14). В раннем возрасте из-за малого объема выдыхаемого воздуха точность метода существенно снижается [65], поэтому его использование не рекомендуется у детей до 5 лет [54]. На результаты метода может влиять физическая активность ребенка [66], а также медикаментозная терапия. Ложноотрицательные результаты теста были получены у пациентов, получавших ИПН, Н2-гистаминоблокаторы, препараты висмута и антибиотики, поэтому контроль эффективности эрадикационной терапии с помощью С13-дыхательного теста должен проводиться не ранее, чем через 4 недели после ее окончания [1].

Возможность регистрации аммиака в воздухе полости рта была доказана нами при использовании ион-дрейфового спектрометра, регистрирующего и идентифицирующего даже единичные ионы в воздушной среде [67]. Работы по совершенствованию дыхательной диагностике, основанные на учете выделенного аммиака проводятся также в Японии и Великобритании [68]. Разработанный нами Хелик-тест [69] основан на кинетической оценке концентрации аммиака в воздухе полости рта после приема пациентом порции


Рис. 14. Чувствительность и специфичность C13 дыхательного углеродного теста (по материалам Е.А.Корниенко, 2000г.)
мочевины (500 мг) обычного изотопного состава. Измерение концентрации аммиака проводится с помощью индикаторной трубки, заполненной селективным хемосорбентом, через которую прокачивается с помощью электроотсоса 2 л воздуха из полости рта, по длине окрашенного столбика в трубке, 1 мм которого соответствует концентрации 0,3 мг/м3 аммиака. Измерение проводится дважды - до и после приема мочевины. При возрастании концентрации аммиака в повторной пробе более чем на 0,6 мм/м3 результат считается положительным. При сопоставлении с данными гистологического, бактериологического, серологического методов и уреазного теста у большой группы детей тест показал высокую чувствительность (95%) и специфичность (92%). Результаты теста не зависят от физической активности пациента, они достаточно точны (90%) даже после окончания эрадикационной терапии [70]. Метод прост, дешев, не требует дополнительной аппаратуры и изотопов, результаты получается сразу же в ходе исследования, поэтому он может быть широко использован в педиатрической практике как для первичного скрининга, так и для оценки эффективности терапии.

Исследование продуктов гидролиза меченной N15 мочевины может быть произведено в моче. Исследования, проведенные Krumbiegel P. и соавт. (2000) [66] по оценке N15 мочевого теста у детей показали его более высокую надежность, чем С13 дыхательного углеродного теста, поэтому этот неинвазивный биохимический метод диагностики Н.pylori in vivo также следует считать весьма перспективным.

Обобщая результаты использования существующих в настоящее время способов диагностики инфекции Н.pylori, следует подчеркнуть необходимость целесообразного выбора методов в зависимости от ситуации. При проведении эпидемиологических исследований допустимо использование серологических методов, они же наряду с дыхательным Хелик-тестом, удобны для первичного скрининга. При обращении к врачу с определенными жалобами, свидетельствующими о возможности хронического заболевания желудка и двенадцатиперстной кишки, ребенка необходимо обследовать эндоскопическим методом, используя параллельно не менее 2 инвазивных тестов. Наиболее удобен при этом Хелпил-тест с последующим гистологическим исследованием тех же биоптатов. При проведении контроля эффективности эрадикационной терапии у детей предпочтительны неинвазивные тесты: исследование антигена Н.pylori в кале с помощью HpSA или ПЦР, С13 дыхательный углеродный тест или Хелик-тест. Выбор тестов зависит от возможностей медицинского учреждения. При неудачной попытке эрадикации показано бактериологическое исследование и определение чувствительности штамма Н.pylori к антибиотикам для построения индивидуальной схемы лечения. Более детальное изучение штамма микроорганизмов с помощью ПЦР и определение его токсигенности может иметь прогностическое значение в оценке вероятности формирования тяжелых форм гастродуоденальной патологии. Учитывая ограниченные возможности всех без исключения методов, применение одновременно нескольких из них у каждого больного существенно увеличивает точность диагностики. Понимание сущности каждого из методов, их правильный выбор и сочетанное применение являются надежной гарантией постановки своевременного и правильного диагноза и важнейшим условием рационального лечения.

В соответствии с Приказом Министерства здравоохранения Российской Федерации от 03.08.1999 года N 303 введен в действие Отраслевой Стандарт: «Протоколы ведения больных. Общие положения. 91500.09.0001-1999», являющийся частью Системы нормативных документов по стандартизации Здравоохранения Российской Федерации.
Отраслевой стандарт предполагает следующие критерии оценки методов диагностики:

ТАБЛИЦА 6

Сравнение методов диагностики бактерии H.pylori по показателям
Отраслевого Стандарта "Протоколы ведения больных.
Общие положения. 91500.09.0001-1999", Москва 1999

МетодЧВ%СП%ПЦ%ОП%БМ%С ДСМ$****
I ПЦ1 ПЦ2 ОП1 ОП2
Гистологический* 100 100 100 100 100 0 <100 Высокая 12$
Бактериоло-
гический*
95 100 95 95 95 5 <100 Отсутствует 80$
Метод отпечатков* 100 90 100 100 100 5 <100 Высокая 1$
Де-Нол тест* 100 100 95 95 100 5 <100 Низкая 2$
Хелпил-тест* 100 100 95 95 100 5 <100 Высокая >1$
ХЕЛИК-тест*** 92,4 90,6 86,6 84,8 92,6 28,6 100 Высокая >1$
Дыхательный(С13)** 100 100 100 100 100 0 100 Отсутствует 10-50$
Блоттинг 100 100 100 100 100 0 <100 Низкая 18-20$
ПЦР(кал)*** 100 100 94 94 92 0 100 Низкая 6-10$
II
ПЦР (биоптат)* 100 100 96 92 96 0 <100 Средняя 5-10$
ПЦР (кровь) 100 100 94 92 94 0 <100 Средняя 5-10$
ПЦР (зубнойналет) 94 - - - - 10 <100 Крайне
низкая
5-10$
Fast read 93,3 100 92,5 80 91,7 25 <100 Высокая 4,5-5$
Kvidel 91,4 100 90,4 80 90,2 27 <100 Высокая 4,7-5$
QiuckStrip 91,1 100 90,2 80 89,7 26 <100 Высокая 4,3-5$

I - использование данных методов возможно в диагностике результатов лечения
II - использование данных метоов невозможно в диагностике результатов лечения
* - инвазивные методы исследования, предполагающие проведение биопсии;
** - полностью неинвазивный метод, результаты даются по данным литературы;
*** - полностью неинвазивные методы исследования;
**** - стоимость дана на период проведения исследований (1995-2000 гг.)

• чувствительность - частота положительных результатов при наличии заболевания;
• специфичность - частота отрицательного результата при отсутствии заболевания;
• прогностическая ценность - вероятность заболевания при положительном результате и вероятность отсутствия - при отрицательном; отношение правдоподобия - отношение вероятности данного результата у лиц с заболеванием к вероятности данного результата у лиц без заболевания;
• безопасность метода - суммарная частота побочных эффектов и осложнений при применении данного метода диагностики;
• степень доступности - отношение числа граждан страны, которые могут получить своевременно данную услугу с учетом территориальных особенностей регионов и разобщенности медицинских учреждений, наличия соответствующего оборудования и специалистов к числу граждан, не могущих своевременно получить такую услугу;
• стоимость метода исследования с учетом капитальных затрат, текущих прямых расходов и косвенных расходов;
• соотношение стоимость/эффективность - ориентировочные расчеты по стоимостной целесообразности использования того или иного метода диагностики при данном заболевании.

Результаты, полученные по указанным критериям, в разных исследованиях исследованиях отличаются и зависят от обследуемого контингента. В таблице 6 дана оценка части методов диагностики в сравнении с «золотым стандартом» по результатам исследований, проведенных в МНИИП и ДХ МЗ РФ в 1995-2000 гг. [72]. Названные выше методы легли в основу диагностического алгоритма заболеваний верхних отделов пищеварительного тракта (схема 2), принятого

СХЕМА 2

Диагностический алгоритм инфекции H.pylori у детей

на IX съезде педиатров России в 2001 г. Согласно ему, все дети с жалобами на боли в животе должны обследоваться на наличие Н pylori неинвазивны-ми методами. В случае отсутствия микроорганизмов дети должны обследоваться всеми доступными инструментальными и лабораторными методами, для постановки правильного диагноза. Детям, у которых HP выявляется повторно, необходимо провести эндоскопическое исследование со взятием биопсии и определением свойств штамма микроорганизма, для назначения адекватной терапии. Дети, у которых HP выявляется впервые, при наличии абдоминального синдрома могут получать эрадикационную терапию. Для выявления язв на поверхности слизистой оболочки необходимо провести эндоскопическое исследование. Родственникам больных детей рекомендуется провести диагностику на хеликобактериоз и назначить эрадикационную терапию. Контроль за эрадикацией проводится через 6 недель после окончания лечения.

Список литературы
1. Leodolter A.,Megraud F.Diagnosis of Helicobacter pylori infection.-in "The Year in Helicobacter pylori 2001", Current Opinion in Gastroenterology, -v.17. supp.l, -2001. -p. 19-23.
2. Стандарты (протоколы) диагностики и лечения болезней органов пищеварения-МЗ РФ, М., -1998. -48 с.
3. Current European concepts in management of Helicobacter pylori infection. The Maastricht Consensus Report. European Helicobacter pylori Study Group. - Gut., -1997.-v.41.-p. 8-13.
4. Gold B.D.,Colletti R.B., Abbott M. et al. Helicobacter pylori infection in children: recommendations for diagnosis and treatment. - J.Pediatr.Gastroenter.Nutr., -2000. -v.31.-p. 490-497.
5. Drumm В., Koletzko S., Oderda G. Helicobacter pylori infection in children: a consensus statement. European Paediatric Task Force on Helicobacter pylori.- J.Pediatr.Gastroenter. Nutr., -2000. -v.30. -p. 207-213.
6. Amarri S., Celinska-Cedro D. Paediatrics. - in "The Year in Helicobacter pylori 2001", Current Opinion in Gastroenterology, -v.17. supp.l. -2001. -p. 32-37.
7. Malfertheiner P., Leodolter A., Gerards C. Pitfalls in Helicobacter pylori diagnosis. -in "Helicobacter pylori. Basic Mechanisms to clinical Cure 2000",Dordrecht/Boston/ London, -2000. -p. 123-138.
8. Богданов Ю.М., Зубов Л.А., Смирнова Г.П. и др. Значение Helicobacter pylori в детской гастроэнтерологической практике. - Росс.журн.гастроэнтерол гепатол. колопроктол, -1997. -т.7. -№2 -с. 11-16.
9. Roy С.С. Pediatric Clinical Gastroenterology. -Mosby, -1995. -p. 184-193.
10. Watkins W.A. Pediatric Gastrointestinal Disease. -Mosby, -1996. -v.l. -p. 512-523.
11. Jiang X., Doyle M.P., Growth supplements for Helicobacter pylori. - J.Clin.Microbiol., -2000. -v.38. -p. 1984-1987.
12. Samuels A.L., Windsor H.M., Ho G.Y. et al. Culture of Helicobacter pylori from a gastric string may be alternative to endoscopic biopsy. - J.Clin.Microbiol., -2000. -v.38. -p. 2438 2439.
13. Torres J., Camorlinga M., Perez-Perez G. et al. Validation of the string tests for the recivery of Helicobacter pylori from gastric secretion and correlation of its results with urea breath test results, serology, and gastric pH levels.- J.Clin.Microbiol., -2001. -v.39. -p. 1650-1651.
14. Oleastro M., Matos R., Gerhard M. et al. Helicobacter pylori virulence Genotypes in Adults and Children with Gastroduodenal Pathology. - Gut, abstracts of XIV International Workshop on Gastroduodenal Pathology and Helicobacter pylori, Strasbourg, September 5-8, -2001. 3/13, A16.
15. Umegaki N., Shimoyama Т., Nishiya D. et al. Clarithromycin-resistance and point mutations in the 23S rRNA gene in Helicobacter pylori isolates from Japan. -J.Gastroenterol.Hepatol., -2000. -v.15. -p. 906-909.
16. Chisholm S.A., Owen R.J., Teare L.E., Saverymuttu S. PCR-based diagnosis of helicobacter pylori infection and real-time determination of clarithromycin resistance directly from human gastric biopsy samples. - J.Clin.Microbiol., -2001. -v.39. p. 1217-1220.
17. Matsumara M., Hikiba Y., Oruga K. et al. Rapid detection of mutations in the 23S rRNA gene of Helicobacter pylori that confers resistance to clarithromycin treatment to the bacterium. - J.Clin.Microbiol., -2001. -v.39. -p. 691-695.
18. Barthel J.S.,Everett E.D. Diagnosis of Campylobacter pylori infection: the "gold standard" and the alternatives.- Rev.Inf.Dis., -1990. -v.12. -s.l. -p. S107-S114.
19. Drumm B. Helicobacter pylori.- Arch.Dis.Chil., 1990,v.65,p. 1278-1282.
20. Аруин Л.И., Григорьев П.Я., Исаков В.А., Яковенко Э.П. Хронический гастрит. -Амстердам, -1993. 362 с.
21. Морозов И.А., Матушевская В.Н., Пустовойтов В.В. и др. Оценка надежности некоторых используемых на практике методов выявления Helicobacter pylori в желудке.- Диагностика и лечение, -Архангельск, -1996. -т.П. -№12. -с. 22-25.
22. Морозов И.А. Морфологические аспекты HP-инфекции в желудке.- Материалы V сессии Российской группы по изучению Helicobacter pylori, -Омск, -1997. -с.62-66.
23. Trebesius К., Panthel К., Strobel S, et al. Rapid and specific detection of helicobacter pylori macrolide resistance in gastric tissue by fluorescent in situ hybridization. - Gut, -2000 -v.46. -p. 608-614.
24. Russmann H., Kempf V.A., Koletzko S. et al. Comparison of fluorescent in situ hybridization and conventional culturing for detection of Helicobacter pylori in gastric biopsy speciments. - J.Clin.Microbiol., -2001. -v.39. -p. 304-308.
25. Leodolter A., Wolle K., Malfertheiner P. Current Standards in the Diagnosis of Helicobacter pylori infection. - Dig.Diseases, -2001. -v.l9. -p. 116-122.
26. Lee J.M., Breslin N.P., Fallen C., O"Morain C.A. Rapid urease tests lack sensitivity in Helicobacter pylori diagnosis when peptic ulcer disease presents with bleeding. -Am.J.Gastroenterol., -2000. -v.95. -p. 1166-1170.
27. Madani S., Rabah R., Tolia V. Diagnosis of Helicobacter pylori infection from antral biopsies in paediatric patients is urease test that reliable? - Dig.Dis.Sci., -2000. -v.45. -p. 1233-1237.
28. Cox D.M., McLaren A., Snowden M.A. The isolation and characteristics of urease-negative variants of Helicobacter pylori.- Rev.Esp.Enf.Digest., -1990. -v.78. -s.l. -p. 29.
29. Westblom T.U., Madan E., Kemp J., Subik M.A. Evaluation of rapid urease test to detect Campylobacter pylori infection. - J.Clin.Microbiol., -1988 --v.26. -p. 1393-1394.
30. Корниенко Е.А., Милейко В.Е., Гольбиц С.В. и др. О диагностике инфекции Helicobacter pylori у детей. - Росс.вестник перинатол.педиатрии, -1998. -№5. -с. 34-38.
31. Morris A., Nicholson G. Campylobacter pylori: human ingestion studies.- In: Rathbone B.J., Heatley R.V. eds. Campylobacter pylori and gastroduodenal disease. -Blackwell,Oxford, -1989. -p. 185-189.
32. Wyatt J.I., Rathbone B.J. Immune response of the gastric mucosa to Campylobacter pylori. - Scand.J.Gastroenterol., -1988. -v.l42. -p. 44-49.
33. Yamamoto I., Fukuda Y, Mizuta T. et al Serum anti-Helicobacter pylori antibodies and gastritis. - J.Clin.Gastroenterol., -1995. -v.21. -s.l. -p. 164-168.
34. Blecker U., Lanciers S., Hauser B. et al. The contribution of specific immunoglobulin M antibodies to the diagnosis of Helicobacter pylori infection in children. -Eur.J.Gastroenterol. hepatol., -1995. -v.7. -s.10. -p. 979-983.
35. Thomas J.E., Mitarb U. Serodiagnosis of Helicobacter pylori infection in childhood. -J.Clin.Microbiol., -1990. -v.28. -p. 2641-2646.
36. Crabtree J.E., Taylor J.D., Wyatt J.T. et al. Mucosal IgA recognation of Helicobacter pylori 120 kDa protein, peptic ulceration and gastric pathology. - Lancet, -1991. -v.338. -p. 332-335.
37. Lee A., Fox J., Hazell S. Pathogenicity of Helicobacter pylori: a perspective.- Infect.and Immun.,-1993. -v.61.-p. 1601-1610.
38. Monteiro 1., de Mascarel A., Sarrasqueta A.M. et al. Diagnosis of Helicobacter pylori infection, non-invasive methods compared to invasive methods and evaluation of two new tests.- Am.J.Gastroenterol., -2001. -v.96. -p. 353-358.
39. Klaamas К., Held M., Wadstrom Т., Lipping A., Kurtenkov O. IgG immune response to Helicobacter pylori antigens in patients with gastric cancer as defined by ELISA and immunoblotting. - Int.J.Cancer, -1996. -v.67. -p. 1-5.
40. Hirschl M.A., Brandstatter G., Dragosics B. et al. Kinetics of specific IgG antibodies for monitoring the effect of anti-Helicobacter pylori chemotherapy- J.Infect.Dis., -1993.-v.l68.-p. 763-766.
41. Faigel D.O., Magaret N., Corless C. et al. Evaluation of rapid antibody tests for the diagnosis of Helicobacter pylori infection. - Am.J.Gastroenterol., -2000. -v.95. -p. 72-77.
42. Wong B.C., Wong W., Tang VS. et al. An evaluation of whole blood testing for helicobacter pylori infection in the Chinese population. - Aliment.Pharmacol.Ther., -2000.-v. 14.-p. 331-335.
43. Loy C.T., Irwig L.M., Katelaris P.H. et al. Do commercial serological kits for Helicobacter pylori infection differ in accuracy? A meta-analysis. - Am.J.Gastroenterol., -2000.-v.91.-p. 1138-1144.
44. Gisbert J.P., Blanco M., Benito L.M. et al. Value of quantative serology for confirmation of helicobacter pylori eradication: An 18-month follow-up study. - Clin.Infect.Dis., -2000. -v.30. -p. 976-980.
45. Luzza F., Imeneo M., Marasco A. et al. Evaluation of a commercial serological kit for detection of salivary immunoglobulin G to Helicobacter pylori: a multicentre study. -Eur.J. Gastroenterol.Hepatol, -2000. -v.12. -p. 1117-1120.
46. Kato M., Asaka M., Saito M. et al. Clinical usefulness of urine-based enzyme-linked immunocorbent assay for detection of antibody to Helicobacter pylori; a collaborative study in nine medical institutions in Japan. - Helicobacter, -2000. -v.5. -p. 109-119.
47. Cockburn M., Collett J., Cox B. Validation of the saliva-based H.pylori test, heliSAL, and its use in prevalence surveys. - Epidemiol.Infect., -2001. -v.!26(2). -p. 191-196.
48. Ohkura R., Miwa H., Murai T. et al. Usefulness of a novel enzyme immunoassey for the detection of Helicobacter pylori in feces. Scand.J.Gastroenterol., -2000. -v.35. -p. 49-53.
49. Vakil N., Affi A., Robinson J., Sundaram M., Phadnis S. Prospective blinded trial of a fecal antigen test for the detection of Helicobacter pylori infection. - Am.J.Gastroenterol., -2000.-v.95.-p. 1699-1701.
50. Vaira D., Vakil N. Blood, urine, stool, breath, money, and Helicobacter pylori. - Gut, -2001.-v.48.-p. 287-289.
51. Oderda G., Rapa A.,Ronchi B. et al. Detection of Helicobacter pylori in stool specimens by noninvasive antigen enzyme immunoassay in children: multicentre Italian study. -Br.Med.J., -2000. -v.320. -p. 347-348.
52. Braden В., Posselt H.G., Ahrens P. et al. New immunoassay in stool provides an accurate noninvasive diagnostic method for Helicobacter pylori screening in children. - Pediatrics, -2000.-v.l06.-p. 115-117.
53. Ni Y.H., Lin J.T., Huang S.F. et al. Accurate diagnosis of Helicobacter pylori infection by stool antigen test and 6 other currently available tests in children. -J.Pediatr, -2000.-v.l36.-p. 823-827.
54. Oderda G., Rapa A., Boldorini R. et al. Non-invasive tests to diagnose Helicobacter pylori infection in very young children. - Gut, abstracts of XIV International Workshop on Gastroduodenal Pathology and Helicobacter pylori, Strasbourg, September 5-8, -2001.-14/01, A75.
55. Valentine J.L., Arthur R.R., Mobley H.L.T., Dick J.D. Detection of Helicobacter pylori by using the polymerase chain reaction.- J.Clin.Microbiol., -1991. -v.29. -p. 689-695.
56. Pacheco N., Mago V, Gomez I. et al. Comparison of PCR and common clinical tests for the diagnosis of H.pylori in dyspeptic patients. - Diagn.Microbiol.Infect.Dis., -2001. -v.39(4). -p. 207-210.
57. Sahin F.I., Tinaz A,C., Simsek I.S. et al. Detection of Helicobacter pylori in dental plaque and gastric biopsy samples of Turkish patients by PCR-RFLP. - Acta Gastroenterol.Belg., -2001. -v.64(2). -p. 150-152.
58. Schoeller D.A., Klein P.D. A microprocessor controlled mass spectrometer for fully automated purification and isotopic analysis of breath CO2- Biomed. Mass. Spectrom., -1979.-v.6.-p. 350-355.
59. Koletzko S., Haisch M., Seeboth I. et al. Isotope-selective non-dispersive infrared spectrometry for detection of Helicobacter pylori infection with 13C-urea breath test. -Lancet, -1995. -v.345. -p. 961-962.
60. Ивашкин В.Т., Никитина Е.И., Селиванов Ю.Г., Степанов Е.В. Диагностика инфекции Helicobacter pylori с применением 13С-уреазного дыхательного теста: сопоставление данных диодной лазерной спектроскопии и масс-спектрометрии. -Росс. журн. гастр. гепат. колопрокт., -1998. -№5(VIII). -с. 66.
61. Graham D.Y., Runke D., Anderson S.Y. et al. Citric acid as the test meal for the He-urea breath test. - Am.J.Gastroenterol., -1999. -v.94. -p. 1214-1217.
62. Leodolter A., Domingues-Munos J.E., Von Arnim U. et al. Citric acid or orange juice for the 13C-urea breath test: The impact of pH and gastric empting. -Aliment.Pharmacol.Ther., -1999. -v.13. -p. 1057-1062.
63. Bazzoli F., Zagari M., Fossi S. et al. Urea breath tests for the detection of Helicobacter pylori infection. - Helicobacter, -1997. -v.2 (suppl. 1). -p.34-37.
64. Logan R.P. Urea breath tests in the management of Helicobacter pylori infection. -Gut, -1998. -v.43 (suppl. 1). -p. 47-50.
65. Ruiz-Palacios G.M., Guerrero M.L., Luqueno V. et al. The role of noninvasive tests, immunoblot and the 13C-urea breath test, for the diagnosis of Helicobacter pylori infection in epidemiologic studies of infants and children. - Int.J.Med.Microb., -2001. -v.291(suppl.31). -F-17. -p. 49.
66. Krumbiegel P., Herbarth O., Kiess W. et al. Diagnosis of Helicobacter pylori infection in children: Is the 15N-urine test more reliable than the 13C breath test? - Scand.J. Gastroent, -2000. -v.4. -p. 353-358.
67. Корниенко Е.А., Милейко В.Е., Самокиш В.А., Нажиганов О.Н. Неинвазивные методы диагностики инфекции, вызванной Helicobacter pylori. - Педиатрия, -1999. -№1.-с. 37-41.
68. Dun C.D.R., Blac M., Cowell D.C. et al. Ammonia vapour in the mouth as a diagnostic marker for Helicobacter pylori infection: preliminary "proof of principle" pharmacological investigations. - Br.J.Biomed.Sci., -2001. -v.58 (2). -p. 66-75.
69. Корниенко Е.А., Милейко В.Е. Способ неинвазивной диагностики хеликобактериоза ин виво. - Патент на изобретение РФ №2100010 от 27.12.97.
70. Корниенко Е.А. Клиника, диагностика и лечение гастродуоденальной патологии, ассоциированной с инфекцией Helicobacter pylori, у детей. - Автореф.дисс.докт., -СПб,-1999.-33с.
71. Корсунский А.А., Особенности хронических болезней желудка и двенадцатиперстной кишки, ассоциированных с Helicobacter pylori у детей, Диссертация на соискание ученой степени доктора медицинских наук, -Москва, -2000. -с. 109-114.
шум в ушах лечение